Morphological study of the structural and cellular elements of the pubococcygeal and rectovaginal fasciae in primary and recurrent pelvic organe prolapse

• Farida F. Minnullina
• Dmitry Е. Tsyplakov
• Mekan R. Orazov
• Victor E. Radzinsky
• Liliya M. Mukhametzyanova
• Maria S. Kopaeva

Abstract

Background. Surgical treatment of genital prolapse and its recurrences, due to their frequency in gynecological practice, is an urgent problem. At the same time, an important role is given to morphological research, as one of the most objective indicators of the state of the uterine ligaments.

The aim of the work was a comprehensive morphological study of the structural and cellular elements of the pubic-cervical and recto-vaginal fascia in genital prolapse, with the determination of the role of the detected changes in the recurrence of this pathology.

Material and methods. Bioptates of the pubocervical fascia and rectovaginal fascia were studied in 45 women with primary and recurrent prolapse. Histological sections were stained with hematoxylin and eosin, Van Gieson, Weigert, Masson, and silver impregnation. A set of monoclonal antibodies against CD45, myeloperoxidase (MPO), vimentin, desmin, CD3, CD20, CD68, CD117, MMP-9, TIMP-1, and TIMP-2 was used for immunohistochemical analysis. Part of the material was used for electron microscopy. The areas of the structural components of the fascia were determined using a morphometric random step grid. A morphometric eyepiece grid was used to count the cells. The results of the immunohistochemical study were evaluated using a semi-quantitative method. The obtained data were statistically processed.

Results. The abnormalities in the structure of the connective tissue in primary prolapse are characterized by a significant increase in its volume, the presence of fibrosis, and a decrease in the number of elastic fibers. Immunohistochemical analysis shows a shift in the ratio of matrix metalloproteinase and its inhibitors towards an increase in MMP-9 and a decrease in TIMP-1 and TIMP-2. In recurrent prolapse, the fibroplastic changes in the fascia become more pronounced, and the number of CD68(+) macrophages, CD117(+) mast cells, and MPO(+) neutrophils increases, in the electron microscope reveals signs of increased functional activity, and the expression of endogenous MMP-9 increases significantly.

Conclusion. In recurrent prolapse, the fibroplastic changes in the fascia become more pronounced due to an increase in the number of macrophages, mast cells, and neutrophils, which can enhance the expression of endogenous MMP-9.

Keywords: pelvic organ prolapse; recurrence; morphology; fasciae

Хирургическое лечение пролапса гениталий является актуальной проблемой [1, 2], поскольку в России его частота достигает 28-40% среди всех гинекологических заболеваний [3]. Большое значение имеет выявление факторов, способствующих рецидиву пролапса органов малого таза [4, 5]. При этом важная роль отводится морфологическому исследованию как одному из наиболее объективных показателей состояния связочного аппарата матки при пролапсе. Данной патологии посвящено большое количество работ, где в основном использовались гисто­логические и иммуногистохимические методы [6, 7], иногда применялся морфометрический анализ и весьма редко - электронная микроскопия.

При гистологическом исследовании наиболее подробно описаны изменения в соединительнотканном и гладкомышечном компонентах связок. Так, по данным большинства авторов [8-10], имело место фиброзирование соединительной ткани с огрублением коллагеновых септ между гладкомышечными структурами, иногда с явлениями гиалиноза, снижалось количество эластических волокон, зачастую с их фрагментацией, отмечались дистрофические изменения в гладкомышечных клетках.

В результате иммуногистохимических (ИГХ) исследований была установлена роль матриксной металлопротеиназы (ММР)-9 и ее ингибиторов TIMP-1, TIMP-2 при пролапсе гениталий. Так, доказано [11-13], что содержание и перераспределение этих маркеров оказывают существенное влияние на связочный аппарат матки. Однако еще не определена их взаимосвязь с клеточными элементами, находящимися в соединительной ткани. Так, отсутствуют работы, посвященные клеточной инфильтрации связок, в которой всегда, пусть и в небольшом количестве, присутствуют нейтрофилы, Т- и В-лимфоциты, макрофаги, а также тучные клетки. ИГХ-анализ с использованием моноклональных антител (МКАТ), выявляющих данные клетки, не проводился, хотя они могут существенно влиять на состояние соединительной ткани.

Морфометрический анализ в литературе представлен многообразными вариантами, поскольку количественные исследования структурных и клеточных элементов связочного аппарата проводились различными способами. Был выполнен расчет процентного соотношения площади фиброза от общей площади гистологического среза [14], установлена доля гладкой мускулатуры [15], определены средний диаметр коллагеновых волокон [16] и толщина стенок кровеносных сосудов [17], подсчитано количество фибробластов [18]. Нам не встретились работы, в которых определялись площади всех структурных компонентов связки, а также проводился подсчет инфильтрирующих ее клеточных элементов. Поэтому некоторые авторы [19] справедливо считают, что, учитывая ограниченность знаний о развитии пролапса, необходимы дополнительные исследования для количественной оценки структур.

В научной литературе крайне мало данных об ультраструктуре маточных связок при пролапсе, полученных с помощью электронной микроскопии. Имеются лишь фрагментарные указания на то, что коллагеновые волокна в таких случаях утолщены и имеют более редкое расположение [16].

Таким образом, анализ литературы показывает, что роль морфологических изменений в связочном аппарате матки при пролапсе нельзя считать до конца выясненной. При этом отсутствуют работы, посвященные лобково-шеечной фасции Гальбана и ректовагинальной фасции Денонвилье, от состояния которых во многом зависит нормальная функция связочного аппарата матки [20]. Учитывая вышеизложенное, мы провели комплексное гистологическое, иммуногистохимическое, морфометрическое и электронно-микроскопическое исследования указанных фасций при впервые выявленном и рецидивирующем пролапсе.

Цель исследования - комплексное морфологическое исследование структурных и клеточных элементов лобково-шеечной и ректовагинальной фасций при пролапсе гениталий с определением роли обнаруженных изменений в рецидиве данной патологии.

Материал и методы

Были изучены биоптаты лобково-шеечной фасции Гальбана и ректовагинальной фасции Денонвилье, полученные во время операций влагалищной экстирпации матки и пластики стенок влагалища от 45 женщин с пролапсом тазовых органов. В качестве контроля послужили биоптаты 10 пациенток с другой гинекологической патологией, но без пролапса тазовых органов, которым было дополнительно проведено аналогичное оперативное вмешательство. Часть материала фиксировали в 10% нейтральном формалине по Лилли или жидкости Боуэна. Согласно общепринятой методике [21], после соответствующей проводки по спиртам возрастающей концентрации следовала обработка в ксилоле и заливка в парафин. На микротоме Leica SM 2000R изготавливали парафиновые срезы толщиной 4-5 мкм. Полученные препараты окрашивали гематоксилином и эозином, по Ван-Гизону, Вейгерту, Массону, а также импрегнировали серебром.

Для ИГХ-исследования [22] применяли набор МКАТ, характеристика которых представлена в табл. 1.

Связывание МКАТ с клеточными элементами определяли при помощи стандартного биотин-стрептавидин-пероксидазного метода (DAKO: LSAB^® + System-HRP, код K0690) с диаминобензидином в качестве хромогена. Препараты дополнительно окрашивали гематоксилином Майера и заключали в канадский бальзам или в специальные среды фирмы DAKO (Ultramount, Faramount, код S302580-2).

Микроскопическое исследование проводили с использованием микроскопа Axioscop-Zeiss AG.

Для электронной микроскопии материал фиксировали в забуференном 2,5% растворе глутаральдегида, дофиксировали в забуференном 1% растворе ОsО₄, обезвоживали и заключали в эпон-812. Ультратонкие срезы после изготовления переносили на опорные сетки и контрастировали уранилацетатом и цитратом свинца. Для изучения объектов применялся электронный микроскоп модели "ЭМ‑200".

На гистологических срезах при помощи морфометрической сетки случайного шага С.Б. Стефанова [23] определяли площади структурных компонентов фасции. Для подсчета клеток, инфильтрирующих соединительную ткань, использовали морфометрическую окулярную сетку Г.Г. Автандилова [24]. Результаты ИГХ-исследования ММР-9, TIMP-1 и TIMP-2 оценивали полуколичественным методом Astaldi-Verga [25]. Полученные данные были обработаны статистически с вычислением критерия Стъюдента и величины р (достоверность отличий).

Все наблюдения были разделены на 3 группы: 1) контроль - 10 случаев; 2) впервые выявленный пролапс - 25 случаев; 3) рецидивирующий пролапс - 20 случаев.

Результаты

Контрольная группа

В норме фасция состоит из соединительнотканного и гладкомышечного компонентов. Соединительная ткань здесь плотная волокнистая оформленная, ее площадь составляет 28,38±1,03% общей площади гистологического среза (табл. 2).

Она состоит из упорядоченно, параллельно друг другу расположенных волокон и клеточных элементов. При помощи различных методик здесь выявляются коллагеновые, эластические и ретикулярные волокна (рис. 1А-В). Клеточные элементы представлены преимущественно фибробластами и фиброцитами. ИГХ-анализ выявляет экспрессию МКАТ против виментина, TIMP-1, TIMP-2 и MMP-9 (рис. 1Г-Е). Средний индекс ИГХ-реакции для TIMP-1 составил 0,80±0,06, для TIMP-2 - 0,65±0,03 и для MMP-9 - 0,94±0,04 (табл. 3). Из клеток, инфильтрирующих соединительную ткань, наибольший процент приходится на долю CD45⁺-лейкоцитов, CD68⁺-макрофагов, CD117⁺-тучных клеток и МРО⁺-нейтрофилов - 1,21±0,08; 0,75±0,04; 0,34±0,01 и 0,23±0,02% соответственно (табл. 4).

Электронно-микроскопическое исследование показывает наличие фиброцитов и фибробластов, продольно расположенных среди коллагеновых волокон. Встречается большое количество активированных фибробластов более крупных размеров (рис. 1Ж). Ядро этих клеток имеет неровный контур с одним или двумя ядрышками. Диспергированный хроматин занимает большую часть ядра, а плотный расположен по его периферии. В цитоплазме много как свободных рибосом, так и связанных с хорошо развитым эндоплазматическим ретикулумом, также имеются крупные митохондрии. Клетки макрофагального ряда содержат много лизосом, но крупные фагоцитированные включения не наблюдаются. Цитоплазма тучных клеток заполнена электронно-плотными секреторными гранулами при отсутствии явлений дегрануляции.

Гладкомышечный компонент фасции занимает площадь 60,24+1,92% гистологического среза и представлен пучками гладких миоцитов, перемежающихся с соединительной тканью. Иммуногистохимически здесь выявляется высокая экспрессия десмина (рис. 1З). Ультраструктурно гладкомышечные клетки веретенообразной формы с овальным ядром, в котором преобладает диспергированный хроматин и имеется одно или два ядрышка. В цитоплазме находятся миофиламенты, не образующие миофибрилл, а вокруг ядра располагаются мелкие митохондрии и эндоплазматический ретикулум. В клеточной мембране миоцитов имеется много инвагинаций.

Кроме соединительнотканного и гладкомышечного компонентов, встречается жировая ткань, но ее содержание невелико - 3,64±0,35%. Фасция хорошо васкуляризирована - общая площадь кровеносных сосудов составляет 7,55±0,53%.

1-я группа

Прежде всего обращает на себя внимание значительное увеличение площади соединительнотканного компонента фасции - до 36,81±1,13% (рис. 2А). Наблюдаются выраженные склеротические процессы. Коллагеновые волокна утолщены, местами с нарушением их параллельного расположения. Уменьшается содержание эластических волокон, а клеточные элементы представлены преимущественно фиброцитами. ИГХ-анализ выявляет увеличение экспрессии МКАТ против виментина (рис. 2Б) и MMP-9 (рис. 2В) с уменьшением против TIMP-1 и TIMP-2. Средний индекс ИГХ-реакции для MMP-9 составил 1,52±0,05, а для TIMP-1 и TIMP- 2 - 0,71±0,06 и 0,49±0,01 соответственно. До 1,28±0,09% возрастает количество CD45^+-клеточных элементов, до 0,94±0,05% CD68⁺-макрофагов, до 0,89±0,04% CD117⁺-тучных клеток и до 0,44±0,03% МРО⁺-нейтрофилов (рис. 2Г-Е). Содержание CD3⁺-Т-лимфоцитов и CD20⁺-В-лимфоцитов существенно не меняется. Электронно-микроскопическое исследование показывает утолщение коллагеновых волокон с их дискомплексацией, а также наличие большого количества фиброцитов и отдельных фибробластов без признаков активации (рис. 2Ж). Фиброциты имеют более вытянутую форму, в ядре увеличено количество плотного хроматина и часто отсутствует ядрышко. По сравнению с фибробластами уменьшен объем цитоплазмы, в которой снижается количество органелл, прежде всего эндоплазматического ретикулума. По сравнению с контролем возрастает фагоцитарная активность клеток макрофагального ряда. Выявляются крупные клетки, ядро которых характеризуется неровными контурами, многочисленными инвагинациями, преобладанием диспергированного хроматина и наличием крупного ядрышка. Объем цитоплазмы увеличен с наличием большого количества лизосом, вакуолей и фагоцитированных включений. Также определяются тучные клетки с секреторными гранулами (рис. 2З), иногда с явлениями дегрануляции.

Площадь гладкомышечного компонента фасции снижается до 40,59±1,20% с уменьшением экспрессии десмина. Наблюдается дискомплексация отдельных мышечных волокон и, так же, как и в соединительной ткани, интерстициальный отек. Площадь, на которую распространяется интерстициальный отек фасции, составляет 4,85±0,36%. В электронном микроскопе выявляются дистрофические изменения отдельных групп миоцитов с тенденцией к карио­пикнозу, деструкцией миофиламентов, уменьшением размера митохондрий и увеличением содержания лизосом.

По сравнению с контролем происходит увеличение объема жировой ткани до 5,32±0,38%. Общая площадь кровеносных сосудов возрастает до 10,36±0,78%, что происходит за счет утолщения склеротически измененных сосудистых стенок.

2-я группа

Склеротические процессы более выражены, чем в 1-й группе - площадь соединительнотканного компонента составляет 42,16±1,63%, в ряде случаев вплоть до тотального фиброза фасции (рис. 3А). Значительно увеличивается экспрессия виментина, со снижением количества эластических волокон (рис. 3Б). ИГХ-анализ выявляет самую высокую экспрессию МКАТ против MMP-9 (2,55±0,09) и низкую против TIMP-1 (0,53±0,02) и TIMP-2 (0,38±0,01) (рис. 3В). Увеличено количество CD45⁺-клеточных элементов (1,86±0,10%), CD68⁺-макрофагов (1,77±0,08%), CD117⁺-тучных клеток (1,06±0,05%) и МРО⁺-нейтрофильных лейкоцитов (0,95+0,05%). Содержание CD3⁺-Т-лимфоцитов и CD20⁺-В-лимфоцитов остается на прежнем уровне. Электронно-микроскопическое исследование показывает значительное утолщение коллагеновых волокон с их дискомплексацией и фрагментацией. Наряду с фиброцитами определяются активные фибробласты, фагоцитирующие макрофаги (рис. 3Г) и тучные клетки, находящиеся в состоянии дегрануляции.

Площадь гладкомышечного компонента значительно меньше, чем в контроле и в 1-й группе - 28,22±0,97%. В электронном микроскопе выявляются дистрофические изменения большого количества миоцитов. Объем жировой ткани составляет 4,03±0,21%. Площадь кровеносных сосудов - 13,95±0,99%. Имеет место выраженный склероз как сосудистых стенок, так и периваскулярной области.

Обсуждение

Как показали наши исследования, изменения, наблюдаемые при пролапсе, затрагивают практически все структурные и клеточные элементы фасции, что в конечном итоге приводит к ее фиброзу. При этом установлено [10, 26, 27], что имеет место дисбаланс между коллагеном I и III типа. Происходит уменьшение экспрессии коллагена I типа, выполняющего поддерживающую функцию и увеличение экспрессии коллагена III типа, параллельно с этим значительно снижается экспрессия эластина.

Особый интерес представляет ИГХ-выявление в связочном аппарате матки матриксной MMP-9, а также тканевых ингибиторов ММР TIMP-1 и TIMP-2 [28, 12, 13]. MMP-9 - фермент, который разрушает белки внеклеточного матрикса, прежде всего коллагены IV и V типов, а TIMP-1 и TIMP-2 регулируют активность различных MMP. TIMP-1 поддерживает баланс между деструкцией и формированием матрикса. Нарушение баланса в системе ММP и их ингибиторов может приводить к протеолитическим процессам в тканях и деградации внеклеточного матрикса [29]. Активность MMP-9 способствует разрушению эластина, что приводит к снижению эластичности, а снижение активности TIMP-1 может приводить к накоплению нестабильных продуктов распада фибрина, что приводит к неправильному отложению коллагена. Снижение экспрессии TIMP-2 бывает причиной аномального отложения внеклеточного матрикса, структурного ремоделирования и фиброза [30].

Мы считаем, что экспрессия ММP и ее ингибиторов во многом зависит от клеток, инфильтрирующих фасцию. Это прежде всего касается макрофагов, тучных клеток и нейтрофильных лейкоцитов. Ремоделирование внеклеточного матрикса и клеточной поверхности с помощью ММP - важная функция моноцитов и макрофагов [31]. При этом регуляция MMP и TIMP осуществляется во время классической или альтернативной активации макрофагов. Классическая активация избирательно повышает уровень нескольких MMP in vitro и in vivo и снижает уровень TIMP, в то время как альтернативная активация повышает уровень отдельной группы MMP и TIMP. В процессе обновления внеклеточного матрикса субпопуляции макрофагов могут вырабатывать ключевые ММР-ферменты [32], а при активации клеток макрофагального ряда экспрессия эндогенной ММР-9 может значительно усиливаться [31].

Тучные клетки накапливают и высвобождают различные биологически активные медиаторы, включая TNF-α и протеазы, такие как триптаза и химаза, которые могут индуцировать активацию ММР. [33] Так, установлена выряженная корреляция между MMP-9 и тучными клетками [34]. Также установлено, что в них присутствует избыточное количество MMP-2 и MMP-9 по сравнению с TIMP-1 [35]. Кроме того, MMP-9 влияет на ангиогенез [36], а тучные клетки благодаря наличию в них ряда вазоактивных веществ могут воздействовать на кровеносное микроциркуляторное русло. Так, гистамин и серотонин вызывают расширение просвета, полнокровие и повышение проницаемости сосудов, что не может не отразиться на окружающей соединительной и гладкомышечной тканях.

Нейтрофилы выступают основным источником MMP‑9 [27]. Они производят его в особой форме и депонируют в своих гранулах. Однако, в отличие от других клеток, нейтрофилы не вырабатывают эндогенный ингибитор ММР-9 - TIMP-1, что делает их важным источником MMP-9. ММР-9, запасенный в нейтрофилах, может быстро высвобождаться после стимуляции [37, 38].

При рецидивирующем пролапсе структурные изменения фасции, наблюдаемые при впервые выявленном пролапсе, еще более выражены. Это касается как фибропластических процессов, так и клеточных реакций. Последние определяют значительное повышение экспрессии MMP-9 и снижение TIMP-1 и TIMP-2. Это может являться пусковым механизмом для реактивации ишемических, склеротических и деструктивных изменений в соединительной ткани, приводящих к усилению фибропластических процессов и к еще большему нарушению нормальной функции фасции.

Выводы

1. Изменения, наблюдаемые при пролапсе гениталий, затрагивают все структурные и клеточные элементы фасции.

2. Нарушения в структуре соединительной ткани при впервые выявленном пролапсе характеризуются значительным увеличением ее объема, наличием фиброза и уменьшением числа эластических волокон, что вызвано сдвигом соотношения MMP-9 и ее ингибиторов.

3. При рецидивирующем пролапсе фибропластические изменения фасции становятся более выраженными за счет увеличения количества макрофагов, тучных клеток и нейтрофилов, способных усиливать экспрессию эндогенной ММР-9.

References

1. Buyanova S.N., Shchukina N.A., Zubova E.S., Sibryaeva V.A., Rizhinashvili I.D. Genital prolapse. Rossiyskiy vestnik akushera-ginecologa [Russian Bulletin of Obstetrician-Gynecologist]. 2017; 17 (1): 37–45. DOI: https://doi.org/10.17116/rosakush201717137-45 (in Russian)
2. Tkachenko L.V., Sviridova N.I., Gritsenko I.A., Dolgova V.A., Tikhaeva K.Yu. Pelvic organ prolapse: current understanding of the problem. Akusherstvo, ginekologiya i reproduktsiya [Obstetrics, Gynecology and Reproduction]. 2023; 17 (6): 784–91. DOI: https://doi.org/10.17749/2313-7347/ob.gyn.rep.2023.446 (in Russian)
3. Solov’eva Yu.A., Berezina A.M. Medical and social aspects and prevalence of genital prolapse in women. Sovremennye problemy zdravookhraneniya i meditsinskoy statistiki [Modern Problems of Health Care and Medical Statistics]. 2022; (4): 722–39. (in Russian)
4. Orazov M.R., Radzinsky V.E., Minnullina F.F., Dolgov E.D. Recurrent pelvic organ prolapse: from epidemiology and risk factors to modern options for early verification. Clinical review for general practice. 2024; 5 (3): 63–7. (in Russian)
5. Filimonov V.B., Vasin R.V., Vasina I.V., Kaprin A.D., Kostin A.A. Prognostic factors of recurrence of genital prolapse. Eksperimental’naya i klinicheskaya urologiya [Experimental and Clinical Urology]. 2019; (2): 152–7. (in Russian)
6. Sukhikh G.T., Danilov A.Yu., Botasheva D.A. Role of immunohistochemical and genetic factors in specifying the etiology and pathogenesis of genital prolapse in women. Rossiyskiy vestnik akushera-ginecologa [Russian Bulletin of Obstetrician-Gynecologist]. 2012; (2): 47–50. (in Russian)
7. Totchiev G.F., Toktar L.R., Apokina A.N., Connon R., Tigieva A.V. Morphological and immunohistochemical criteria for the severity of genital prolapse. Ul’yanovskiy mediko-biologicheskiy zhurnal [Medical and Biological Journal of Ul’yanovsk]. 2012; (3): 145–50. (in Russian)
8. Imel’baeva A.G., Musin I.I., Yashchuk A.G. Histological features of the ligamentous apparatus in women with genital prolapse in menopause and postmenopause. Prakticheskaya meditsina [Practical Medicine]. 2017; (108): 98–101. (in Russian)
9. Radzinskiy V.E., Khanzadyan M.L., Demura T.A., Connon R. The peculiarities of accumulation of collagens I and III types and elastin in the ligaments of the uterus when the prolapse geniali (immunohistochemistry). Meditsinskiy vestnik Yuga Rossii [Medical Bulletin of the South of Russia]. 2014; (4): 95–100. DOI: https://doi.org/10.21886/2219-8075-2014-4-95-100
10. Khanzadyan M.L., Konnon R. Immunihistochemical analyses of collagen I and III and elastin in uteri ligaments in female genital prolapse. Vestnik RUDN. Seriya: Meditsina [Bulletin of the Russian University of Peoples’ Friendship. Series: Medicine]. 2013; (5): 156–163. (in Russian)
11. Orazov M.R., Demyashkin G.A., Toktar L.R., Silant’eva E.S., Khamoshina M.B., Campos E.S., et al. Ultrastructural. parameters of pelvic floor tissues as a pathogenic rationale for the use of targeted contact diathermy in patients with pelvic organ prolapse. Doktor.Ru [Doctor.Ru]. 2017; 13 (142)–14 (143): 19–26. (in Russian)
12. Khanzadyan M.L, Radzinsky V.E., Demura T.A., Donnikov A.V. Markers of connective tissue remodeling in genital prolapse. Ginekologiya [Gynecology]. 2016; 18 (3): 59–65. (in Russian)
13. Khanzadyan M.L., Radzinsky V.E., Donnikov A.E. The role of MMP and TIMP genetic polymorphisms in genital prolapse genesis. Meditsinskiy vestnik Yuga Rossii [Medical Bulletin of the South of Russia]. 2017; 8 (4): 82–7. DOI: https://doi.org/10.21886/2219-8075-2017-8-4-82-87 (in Russian)
14. Lologaeva M.S., Toktar L.R., Orazov M.R., Aryutin D.G., Mikhaylova L.M., Midiber K.Yu., et al. Morphology of the levator ani in patients with genital prolapse. Doktor.Ru [Doctor.Ru]. 2020; 19 (6): 70–8. (in Russian) DOI: https://doi.org/10.31550/1727-2378-2020-19-6-70-78 (in Russian)
15. Ozdegirmenci O., Karslioglu Y., Dede S., et al. Smooth muscle fraction of the round ligament in women with pelvic organ prolapse: a computer-based morphometric analysis. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 2005; 16 (1): 39–43.
16. Salman M.C., Ozyuncu O., Sargon M.F., et al. Light and electron microscopic evaluation of cardinal ligaments in women with or without uterine prolapse. Int Urogynecol J. 2010; 21: 235–9.
17. Peker N., Kirici P., Kaya S., et al. Comparison of histomorphological findings of cardinal ligament in patients with and without uterine prolapse. Ann Med Res. 2020; 27 (2): 517–21.
18. Kökçü A., Yanik F., Cetinkaya M., et al. Histopathological evaluation of the connective tissue of the vaginal fascia and the uterine ligaments in women with and without pelvic relaxation. Arch Gynecol Obstet. 2002; 266 (2): 75–8.
19. Conway C.K., White S.E., Russell R., et al. Pelvic organ prolapse: a review of in vitro testing of pelvic support mechanisms. Ochsner J. 2020; 20 (4): 410–8.
20. Khryanin A.A., Markar’yan D.R., Agapov M.A., Bocharova V.K. Gynecological conditions related to the perianal area and coloproctology. Ginekologiya [Gynecology]. 2021; 23 (6): 472–9. DOI: https://doi.org/10.26442/20795696.2021.6.201150 (in Russian)
21. Sarkisov D.S., Perov Yu.L. Microscopic equipment. Manual for doctors and laboratory technicians. Moscow: Meditsina, 1996: 544 p. (in Russian)
22. Petrov S.V., Raykhlin N.T. Guide to immunohistochemical diagnostics of human tumors. 4th ed., suppl. and revised. Kazan, 2012: 624 p. (in Russian)
23. Stefanov S.B. Morphometric mesh casual step as a means of measuring elements accelerated morphogenesis. Tsitologiia [Cytology]. 1974; (6): 785–7. (in Russian)
24. Avtandilov G.G. Medical morphometry. Moscow: Meditsina, 1990: 382 p. (in Russian)
25. Astaldi G., Verga L. The glycogen content of the cells of lymphatic leukemia. Acta Haematol. 1957; 17 (3): 129–35.
26. Al-Azzawi F., Ewies A.A. Changes in extracellular matrix proteins in the cardinal ligaments of postmenopausal women with or without prolapse: a computerized immunohistomorphometric analysis. Hum. Reprod. 2003; 18 (10): 2189–95. DOI: https://doi.org/10.1093/humrep/deg420
27. Yucel N., Usta A., Guzan K., et al. Immunohistochemical analysis of connective tissue in patients with pelvic organ prolapse. Mol Histol. 2013; 44 (1): 97–102.
28. Orazov M.R., Demyashkin G.A., Toktar L.R., Silant’eva E. S., Khamoshina M.B., Campos E.S., et al. Ultrastructural parameters of pelvic floor tissues as a pathogenic rationale for the use of targeted contact diathermy in patients with pelvic organ prolapse. Doktor.Ru [Doctor.Ru]. 2017; 13 (142)–14 (143): 19–26. (in Russian)
29. Zhou P., Yang C., Zhang S., et al. The imbalance of MMP-2/TIMP-2 and MMP-9/TIMP-1 contributes to collagen deposition disorder in diabetic non-injured skin. Front. Endocrinol. 2021; 12: 734485.
30. Cabral-Pacheco G.A., Garza-Veloz I., Castruita-de la Rosa C., et al. Metalloproteinases and their inhibitors in human diseases. Int J Mol Sci. 2020; 21 (24): 9739.
31. Huang W-C., Sala-Newby G.B., Susana A., et al. Classical macrophage activation up-regulates several matrix metalloproteinases through mitogen activated protein kinases and nuclear factor-kappaB. PLoS One. 2012; 7 (8): e4250.
32. Laquerrière P., Grandjean-Laquerrière A., Addadi-Rebbah S., et al. MMP-2, MMP-9 and their inhibitors TIMP-2 and TIMP-1 production by human monocytes in vitro in the presence of different forms of hydroxyapatite particles. Biomaterials. 2004; 25 (13): 2515–24.
33. Joseph S., Janicki G.L., Brower J.D., et al. Cardiac mast cell regulation of matrix metalloproteinase-related ventricular remodeling in chronic pressure or volume overload. Cardiovasc Res. 2006; 69 (3): 657–65.
34. Mori S., Pawankar R., Ozu C., et al. Expression and roles of MMP-2, MMP-9, MMP-13, TIMP-1, and TIMP-2 in allergic nasal mucosa. Allergy Asthma Immunol Res. 2012; 4 (4): 231–9.
35. Mira E., Lacalle R.A., Buesa J.M., et al. Secreted MMP-9 promotes angiogenesis more efficiently than constitutively active MMP9 bound to the tumor cell surface. J Cell Sci. 2004; 117 (9): 1847–57.
36. Bayar Muluk N., Arikan O.K., Atasoy P., et al. Expressions of MMP2, MMP9, and TIMP-1 in the inflammatory cells of nasal polyps: granulocytes, monocytes, and mast cells. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 2023; 27 (4 suppl): 6–20.
37. Ardi P.E., Van den Steen G., Opdenakker B., et al. Neutrophil MMP-9 proenzyme, unencumbered by TIMP-1, undergoes efficient activation in vivo and catalytically induces angiogenesis via a basic fibroblast growth factor (FGF-2)/FGFR-2 pathway. J Biol Chem. 2009; 284: 25 854–66.
38. Huang L., Tian W., Chen X., et al. Peripheral neutrophils-derived matrix metallopeptidase-9 induces postoperative cognitive dysfunction in aged mice. Front Aging Neurosci. 2022; 14: 683295.

All articles in our journal are distributed under the CC BY-NC-ND 4.0 (Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International)