Возможности использования методики дозревания ооцитов in vitro (IVM) в улучшении исходов вспомогательных репродуктивных технологий

• Митюрина Елена Викторовна
• Перминова Светлана Григорьевна
• Ищук Мария Павловна
• Санникова Елена Сергеевна
• Заковряшин Евгений Алексеевич

Резюме

В обзоре литературы обсуждаются современные научные данные о методике "спасательного" дозревания ооцитов (IVM - In Vitro Maturation), возможности в улучшении исходов вспомогательных репродуктивных технологий. Представлены особенности оплодотворения ооцитов, дозревших in vitro, а также частота бластуляции и получения эуплоидных эмбрионов.

Ключевые слова: дозревание ооцитов in vitro; вспомогательные репродуктивные технологии; незрелые ооциты; снижение овариального резерва

Наиболее важным предиктором успеха вспомогательных репродуктивных технологий (ВРТ) является количество полученных при овариальной стимуляции яйцеклеток. В большинстве исследований показано, что 12-18 зрелых ооцитов является оптимальным для наибольшей частоты живорождений в цикле экстракорпорального оплодотворения (ЭКО) [1]. В современной клинической практике оценка статуса зрелости ооцитов проводится после денудации ооцит-кумулюсного комплекса (ОКК) и основана исключительно на оценке ядерного созревания. Зрелые ооциты определяются как ооциты метафазы II (MII), которые завершили первое мейотическое деление и вытеснили первое полярное тельце. Для незрелых ооцитов определение включает как стадии зародышевых пузырьков (GV), характеризующиеся отчетливо большим ядром, так и ооциты метафазы I (MI), распознаваемые по отсутствию видимого GV и первого полярного тельца [2].

Известно, что при проведении овариальной стимуляции около 85% полученных ооцитов являются зрелыми, тогда как остальные 15% находятся на стадии метафазы I (4%) или зародышевого пузырька (11%) [3]. По другим данным, примерно от 8,6 до 15,2% всех пациентов с бесплодием можно получить, по крайней мере, один незрелый ооцит. В случаях получения >25% незрелых ооцитов частота успешного оплодотворения и наступления клинической беременности значительно снижается [4].

Имеются данные о том, что у пациенток со снижением овариального резерва доля незрелых ооцитов значительно выше, чем у женщин с нормальной функцией яичников (70,4 против 34,7% соответственно) [5], и максимальное увеличение количества зрелых ооцитов для данной группы пациенток имеет важное значение. Помимо этого, снижение количества зрелых ооцитов наблюдается при бесплодии неясного генеза. Так, в исследовании В.М. Здановского и соавт. (2022) при анализе эмбриологических показателей программы ЭКО у пациенток с бесплодием неясного генеза было выявлено существенное снижение как среднего числа полученных ооцитов, так и доли зрелых [6]. Следует отметить, что случайное получение незрелых ооцитов следует отличать от синдрома нарушения созревания ооцитов, когда наблюдается повторная аспирация большинства ооцитов на стадии развития MI и GV. Частота возникновения этого синдрома неизвестна. Ключевыми клиническими признаками являются: первичное бесплодие, повторяющееся получение в основном незрелых ооцитов, неспособность ооцитов дозревать in vitro (IVM) и отсутствие оплодотворения, несмотря на выполненную интрацитоплазматическую инъекцию сперматозоидов (ICSI) [4].

В ряде исследований было показано, что некоторые характеристики пациентов, а также особенности протокола овариальной стимуляции могут влиять на частоту получения незрелых ооцитов [7-10]. Так, в исследовании D.P. de Braga и соавт. (2020) было показано, что частота получения незрелых ооцитов зависит от протоколов овариальной стимуляции. В данной работе число ооцитов MI (p=0,004) и GV (p=0,029) отрицательно коррелировало с дозой гонадотропина. Кроме того, при использовании для овариальной стимуляции только препаратов рекомбинантного фолликулостимулирующего гормона (рФСГ) наблюдалось увеличение частоты GV/ооцит, как в протоколах с агонистами гонадотропин-рилизинг-гормона (аГнРГ) (p<0,001), так и с антагонистами ГнРГ (p=0,042) по сравнению с применением рФСГ в комбинации с препаратами, содержащими лютеинизирующий гормон [8]. Изменение соотношения зрелых и незрелых ооцитов может определяться не только подходом, используемым для стимуляции яичников, а также их реакцией, синхронным или асинхронным созреванием фолликулов, неспособностью ооцитов к соответствующему ядерному и цитоплазматическому созреванию в ответ на стимуляцию гонадотропинами [3].

Созревание ооцитов in vitro (IVM) - вспомогательная репродуктивная технология, которая включает преднамеренное получение незрелых ооцитов на стадии зародышевого пузырька, культивирование интактных ОКК in vitro до стадии метафазы II (MII), последующая их криоконсервация или оплодотворение. Как правило, классическая методика IVM предназначена для пациенток с синдромом поликистозных яичников (СПКЯ), а также онкологических больных для сохранения фертильности, когда незрелые ооциты получают после минимальной стимуляции или без таковой [11]. Имеются также исследования об использовании IVM у пациенток с преждевременной недостаточностью яичников [12-14], в случаях с резистентностью к гонадотропинам [15], а также в группе женщин с высоким риском тромбоэмболических осложнений [12]. Хотя технология IVM практикуется уже несколько десятилетий и больше не считается экспериментальной, ее внедрение в клиническую практику в настоящее время ограничено.

Особенности ооцитов, дозревших в условиях in vitro

В циклах овариальной стимуляции при получении незрелых ооцитов в некоторых случаях используется тактика "спасательного" дозревания in vitro, целью которого является получение большего числа эмбрионов. При использовании данной методики, в отличие от классического IVM, ооциты, лишенные кумулюсных клеток, дозревают спонтанно, в обычной среде культивирования.

Данные научной литературы о целесообразности проведения "спасательного" IVM в циклах вспомогательных репродуктивных технологий противоречивы. Наиболее очевидный эффект данной методики - увеличение количества зрелых ооцитов. Так, в исследовании L. Escrich и соавт. (2018) дозревание клеток GV in vitro увеличило количество ооцитов MII за цикл до 3,9 (на одного пациента), добавив одну дополнительную бластоцисту [3]. В недавнем исследовании C. Nicholas (2023) было показано, что способность ооцитов производить эмбрионы хорошего качества в зависимости от степени их зрелости меняется с возрастом женщины. Авторы полагают, что у пациенток старшего репродуктивного возраста наряду с уменьшением количества и ухудшением качества получаемых ооцитов MII качество GV улучшается, а MI остаются неизменными. Таким образом, "спасение" in vitro незрелых ооцитов GV имеет важное клиническое значение именно для женщин старшей возрастной группы [16]. В ретроспективном когортном исследовании J. Wei и соавт. (2023) при анализе 22 135 циклов было показано, что использование тактики "спасательного" IVM целесообразно при получении <9 ооцитов MII, что приводит к увеличению кумулятивной частоты живорождений [1].

Известно, что освобождение от фолликулярной подавляющей микросреды и нарушение связи между ооцитом и клетками кумулюса (после денудации) приводят к возобновлению мейоза. Следовательно, незрелые ооциты, извлеченные и лишенные кумулюсных клеток, имеют тенденцию возобновлять мейоз спонтанно. Однако раннее прерывание прочной связи между ооцитами и окружающими их клетками кумулюса может привести к неадекватному цитоплазматическому созреванию ооцита, а также к потере синхронности с ядерным созреванием, что может иметь серьезное пагубное влияние на компетентность развития ооцитов [2].

Анализ результатов классического IVM у пациенток с СПКЯ в циклах с минимальной стимуляцией или без таковой, показал, что ооциты GV могут возобновлять мейоз после длительного культивирования, а частота их оплодотворения и дробления эмбрионов в некоторых случаях сопоставима с таковыми у ооцитов, созревших in vivo. Однако в случаях "спасательного" IVM существует мнение, что способность к развитию эмбрионов, полученных из ооцитов IVM, не сравнима с таковой у эмбрионов, полученных из созревших in vivo [17]. В связи с чем все еще обсуждается вопрос о том, означает ли большее число зрелых ооцитов лучшие репродуктивные результаты.

Следует отметить, что в "спасательных" циклах IVM полученные незрелые ооциты предварительно уже подверглись стимуляции гонадотропинами и воздействию хорионического гонадотропина человека (ХГЧ). В связи с этим можно предположить, что ядерное и цитоплазматическое их созревание, а также последующая способность к оплодотворению и развитию могут отличаться от таковых у незрелых ооцитов, полученных из антральных фолликулов при проведении классического IVM без стимуляции [18].

Частота созревания незрелых (M1) ооцитов в "спасательных" циклах IVM варьирует от 16,4 до 88,3% и зависит от периода их культивирования in vitro [18]. В исследовании Y. Shu и соавт. (2007) данный показатель через 4-6 ч культивирования составил 54% [18]. Следует отметить, что денудацию ооцитов исследователи проводили сразу после аспирации ооцитов. Аналогичные результаты были представлены в работе H. Balakier и соавт. (2004) [19]. Вместе с тем в исследовании S. Chen и соавт. (2000) наблюдалась низкая частота (16,4%) созревания ооцитов, что авторы связывают с поздним (через 6 ч после аспирации ооцитов) удалением клеток кумулюса [20]. Y. Shu и соавт. (2007) полагают, что частота созревания ооцитов снижается с увеличением временного интервала между их получением и денудацией [18].

Некоторые исследователи отметили, что у пациенток со сниженным овариальным резервом ооциты GV при "спасательном" IVM лучше дозревали до стадии MII, чем у пациенток с нормальным овариальным резервом [5, 21]. Полученные данные авторы объясняют различиями в молекулярном микроокружении ооцитов у пациенток данных групп, что требует дальнейшего изучения [22, 23].

Для достижения зрелой стадии MII созревание ооцита включает два одинаково важных этапа: созревание ядра и цитоплазмы, которые необходимы для успешного оплодотворения и развития эмбриона. Ядерное созревание ооцитов обычно состоит из двух стадий: стадия GV-MI, указывающая на возобновление мейоза, отмеченного разрушением зародышевых пузырьков, и стадия MI-MII, указывающая на созревание ядра, отмеченное экструзией первого полярного тельца [24, 25]. Процесс ядерного созревания сопровождается созреванием цитоплазмы, что требует реорганизации многочисленных субклеточных компартментов и органелл, включая мембраны митохондрий, эндоплазматический ретикулум и цитоскелет [26, 27]. Созревание in vitro может изменить эти процессы и повлиять на оплодотворение и развитие эмбриона. Несколько факторов могут способствовать некомпетентному развитию незрелых и созревших in vitro ооцитов. Одно из объяснений включает неполное созревание ооцитов, как ядерное, так и цитоплазматическое созревание, или и то, и другое. Для ооцитов, созревших in vitro, созревание ядра происходит до того как ооплазма достигнет полной зрелости, а успешное оплодотворение и развитие эмбриона зависят не только от зрелости ядра, но и от созревания цитоплазмы [28, 29].

Неполное созревание ядра и цитоплазмы может, по крайней мере частично, объяснить плохое оплодотворение и развитие эмбрионов, полученных из ооцитов, созревших in vitro [18]. Отсутствие или дефект ремоделирования цитоплазмы, включающее организацию цитоскелета, влияет на морфогенез веретена деления, что приводит к образованию эмбрионов с ядерной дезорганизацией или хромосомными аномалиями [30, 31].

Помимо этого, ооциты с цитоплазматической незрелостью не реагируют на сигнал активации, подаваемый сперматозоидами, что приводит к высокой частоте их аномальной деконденсации и преждевременной конденсации хромосом. J. Moon и соавт. (2023) обнаружили, что большинство ооцитов MI-MII, которые не были оплодотворены, демонстрировали второе веретено деления, что указывает на неполное созревание цитоплазмы и может быть причиной более низкой частоты оплодотворения [25].

В большинстве исследований представлена низкая частота оплодотворения ооцитов, созревших in vitro [19, 25, 32, 33]. Y. Shu и соавт. (2007), напротив, не выявили значительной разницы в частоте оплодотворения между ооцитами, созревшими in vitro и in vivo [18]. Расхождения в показателях оплодотворения с другими исследователями авторы также объясняют разными сроками денудации ооцитов [18].

Сниженная способность ооцитов, дозревших in vitro, к оплодотворению и развитию бывает обусловлена нарушением процессов ядерного и цитоплазматического созревания [34]. Следует отметить, что ядерная зрелость может быть идентифицирована по выталкиванию второго полярного тельца, а цитоплазматическая зрелость, которая необходима для оптимального оплодотворения и развития эмбриона, не имеет видимого клинического маркера и может наступить только через несколько часов после ядерной зрелости. Именно цитоплазматическая незрелость дозревших in vitro ооцитов может быть связана со сниженным потенциалом эмбрионов к развитию.

Особенности эмбрионов, полученных из ооцитов, дозревших в условиях in vitro

Несмотря на то что оплодотворение созревших in vitro ооцитов может быть нормальным, дальнейшая способность эмбрионов к развитию вызывает сомнения. В большинстве исследований показано, что частота развития эмбрионов до стадии бластоцисты существенно ниже, чем у ооцитов, созревших in vivo [32, 35]. Y. Shu и соавт. (2007) отметили высокую частоту остановки дробления после достижения стадии 4-8 клеток [18]. В работе D. Strassburger и соавт. (2004), напротив, было показано, что частота формирования бластоцисты из дозревших in vitro ооцитов сопоставима с таковой из сиблинговых ооцитов, созревших in vivo [33]. Аналогичные результаты были получены L. Escrich и соавт. (2018). Результаты данного исследования показали, что ооциты на стадии GV, созревшие in vitro, оплодотворяются, дробятся и развиваются до 8-клеточной стадии с частотой, сопоставимой с созревшими in vivo сиблинговыми ооцитами. Более того, использование авторами данного исследования time-lapse мониторинга показало сходное морфокинетическое развитие эмбрионов независимо от их происхождения [3]. В исследовании R. Mandelbaum и соавт. (2021) эмбрионы, происходящие из изначально незрелых ооцитов, имели более низкие показатели дробления и бластуляции по сравнению с эмбрионами из изначально зрелых ооцитов (р<0,05). Однако эмбрионы из ооцитов, которые созрели в день 0, составили уникальную подгруппу, имевшую клинически схожие показатели дроб­ления (75 против 80%; р=0,047) и бластуляции (41 против 50%; р=0,024) по сравнению с изначально зрелыми ооцитами [36].

Ключевое значение для оплодотворения и развития эмбрионов до стадии бластоцисты имеет время дозревания ооцитов. По мнению Y. Shu и соавт. (2007), большая часть незрелых ооцитов (примерно 60%) достигнет стадии MII только через несколько часов после их получения [18]. В целом после 24 ч культивирования созревают 30-40% ооцитов GV, и это количество увеличивается до 50-70%, если период культивирования продлевается до 30-40 ч [3]. Однако культивирование незрелых ооцитов в течение 24 ч и более может привести к их старению и, как результат, снижению потенциала эмбрионов к развитию за счет увеличения частоты хромосомных аномалий [19, 33, 37]. Более длительные интервалы времени от получения ооцитов до ICSI парадоксальным образом увеличивают частоту оплодотворения, но снижают способность эмбрионов к развитию и частоту наступления беременности [36], в связи с чем некоторые исследователи не используют для оплодотворения ооциты, созревшие на следующий день после их получения [25].

С введением системы покадрового мониторинга, которая в основном применяется для оценки и отбора эмбрионов [38-40], появилась возможность регистрировать и оценивать динамику ядерного созревания ооцитов в процессе IVM. При использовании time-lapse технологии Q. Yang и соавт. (2021) продемонстрировали, что средняя продолжительность созревания MI-MII составила 15,6 ч, а средняя продолжительность GV-MII - 19,5 ч [24, 41]. Авторами было показано, что частота оплодотворения и образования бластоцисты была существенно ниже в случаях, когда дозревание ооцитов наблюдалось через 24 ч, что, вероятно, обусловлено большей частотой хромосомных аномалий [24, 33]. L. Escrich и соавт. (2012) также отметили, что ооциты, созревающие в течение 18,4±2,7 ч, достигают лучших эмбриологических показателей по сравнению с ооцитами, созревшими за 26,3±3,8 ч [42]. В более позднем исследовании L. Escrich и соавт. (2018) показали схожее морфокинетическое развитие эмбрионов, независимо от их происхождения, поскольку при анализе морфокинетических характеристик раннего развития эмбрионов, полученных из созревших in vivo и in vitro ооцитов, не было обнаружено статистических различий ни для одной из изучаемых переменных [3].

B. Emery и соавт. (2005) продемонстрировали, что созревание ооцитов in vitro и последующее отсроченное оплодотворение связаны с повышенной частотой ане­уплоидии эмбриона [43]. Более того, D. Nogueira и соавт. (2000) наблюдали крайне низкую частоту эуплоидных эмбрионов (2,5%), полученных из дозревших in vitro ооцитов у пациенток в возрасте 29-36 лет. Полученные данные авторы объясняют тем, что условия культивирования ооцитов и их старение после созревания до MII в большей степени, чем возраст матери, определяют эуплоидию эмбриона [30]. L. Escrich и соавт. (2018), напротив, показали, что 50% бластоцист из дозревших in vitro ооцитов у пациенток в возрасте от 29 до 38 лет (в среднем 33,8±3,1 года) были эуплоидными [3]. I. Elkhatib и соавт. (2023) также не выявили значительной разницы в частоте получения эуплоидных эмбрионов из дозревших in vitro ооцитов по сравнению с сиблинговыми, созревшими in vivo (46,3 против 39,0%; р=0,163) [34].

В исследовании J. Moon и соавт. (2023) ооциты MI, созревшие in vitro, показали более низкую компетентность развития, включая показатели оплодотворения, образования бластоцист и частоту получения эуплоидных эмбрионов. Тем не менее эуплоидные бластоцисты из обеих когорт приводили к одинаковым показателям живорождения. Частота клинической беременности, самопроизвольных выкидышей и живорождений после переноса одной эуплоидной бластоцисты не показала статистически значимых различий между двумя группами (65,7 против 74,1%; 6,4 против 5%; 61,5 против 70,0% соответственно, MII против группы МI-MII, р>0,05). Авторы сделали вывод о том, что ооциты MI с задержкой созревания все еще могут быть полезны, даже если их компетентность в развитии ниже, чем у созревших in vivo сиблинговых ооцитов [25]. Аналогичные результаты были получены в недавнем исследовании Y. Yuan и соавт. (2024). Авторы показали, что бластоцисты, полученные при "спасательном" IVM, имели значительно более низкий уровень эуплоидии (44,3%) по сравнению с бластоцистами, полученными из ооцитов MII (56,1%, р<0,0001). При этом частота имплантации, клинической беременности, живорождений и ранних репродуктивных потерь была сопоставима между группами. Представленные результаты исследования подтверждают вывод о том, что бластоцисты, полученные при дозревании ооцитов in vitro, имеют повышенный риск хромосомных ошибок. Однако эуплоидные бластоцисты столь же компетентны и обеспечивают показатели живорождения, сопоставимые с таковыми из ооцитов, дозревших in vivo [44].

Важным аспектом применения IVM-технологии является здоровье детей. В ряде исследований было показано, что акушерские, перинатальные и неонатальные исходы, а также развитие детей, рожденных после IVM-циклов, сопоставимы с таковыми при использовании стандартных методик ВРТ. Авторы изучали частоту преждевременных родов, макросомии и низкой массы тела при рождении, а также пороков развития [21, 45, 46].

Заключение

Таким образом, использование тактики "спасательного" дозревания ооцитов in vitro (IVM) приводит к снижению частоты отмены циклов ЭКО за счет увеличения количества зрелых ооцитов и бластоцист, а также имеет потенциал к повышению частоты клинической беременности и живорождений. Однако противоречивые данные научных исследований относительно компетентности дозревших in vitro ооцитов, а также увеличение материальных затрат и нагрузки на эмбриологическую лабораторию определяют необходимость уточнения групп пациентов, которым в рутинной практике целесообразно использовать методику "спасательного" дозревания ооцитов in vitro (IVM).

Литература/References

1. Wei J., Luo Z., Dong X., et al. Cut-off point of mature oocyte for routine clinical application of rescue IVM: a retrospective cohort study. J Ovarian Res. 2023; 16 (1): 226. DOI: https://doi.org/10.1186/s13048-023-01294-z

2. Shani A.K., Haham L.M., Balakier H., et al. The developmental potential of mature oocytes derived from rescue in vitro maturation. Fertil Steril. 2023; 120 (4): 860-9. DOI: https://doi.org/10.1016/j.fertnstert.2023.05.163

3. Escrich L., Galiana Y., Grau N., et al. Do immature and mature sibling oocytes recovered from stimulated cycles have the same reproductive potential? Reprod Biomed Online. 2018; 37 (6): 667-76.

4. Beall S., Brenner C., Segars J. Oocyte maturation failure: a syndrome of bad eggs. Fertil Steril. 2010; 94 (7): 2507-13. DOI: https://doi.org/10.1016/j.fertnstert.2010.02.037

5. Lee H.J., Barad D.H., Kushnir V.A., et al. Rescue in vitro maturation (IVM) of5immature oocytes in stimulated cycles in women with low functional ovarian reserve (LFOR). Endocrine. 2016; 52 (1): 165-71.

6. Здановский В.М., Краснопольская К.В., Ляхов А.В., Воскобоева Е.Ю. Вспомогательные репродуктивные технологии, некоторые клинико-эмбриологические и генетические аспекты женского бесплодия неясного генеза // Проблемы репродукции. 2022. Т. 28, № 2. С. 59-67. DOI: https://doi.org/10.17116/repro20222802159 [Zdanovsky V.M., Krasnopol’skaya K.V., Lyakhov A.V., Voskoboeva E.Yu. Unexplained female infertility and ART: clinic, embryology, genetic items. Problemy reproduktsii [Problems of Reproduction]. 2022; 28 (2): 59-67. DOI: https://doi.org/10.17116/repro20222802159 (in Russian)]

7. Parrella A., Irani M., Keating D., et al. High proportion of immature oocytes in a cohort reduces fertilization, embryo development, pregnancy and live birth rates following ICSI. Reprod Biomed Online. 2019; 39: 580-7.

8. de Braga D.P., Zanetti A., Setti B., et al. Immature oocyte incidence: contributing factors and effects on mature sibling oocytes in intracytoplasmic sperm injection cycles. J Bras Reprod Assist. 2020; 24: 70-6.

9. Elias R.T., Pereira N., Artusa L., et al. Combined GnRH-agonist and human chorionic gonadotropin trigger improves ICSI cycle outcomes in patients with history of poor fertilization. J Assist Reprod Genet. 2017; 34: 781-8.

10. Wirleitner B., Okhowat J., Vištejnová L., et al. Relationship between follicular volume and oocyte competence, blastocyst development and live-birth rate: optimal follicle size for oocyte retrieval. Ultrasound Obstet Gynecol. 2018; 51 (1): 118-25.

11. Gilchrist R.B., Smitz J. Oocyte in vitro maturation: physiological basis and application to clinical practice. Fertil Steril. 2023; 119 (4): 524-39.

12. Walls M.L., Hart R.J. In vitro maturation. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol. 2018; 53: 60-72. DOI: https://doi.org/10.1016/j.bpobgyn.2018.06.004

13. Gong X., Li H., Zhao Y. The improvement and clinical application of human oocyte In vitro maturation (IVM). Reprod Sci. 2021; 29 (8): 2127-35. DOI: https://doi.org/10.1007/s43032-021-00613-3

14. Yang Z.Y., Chian R.C. Development of in vitro maturation techniques for clinical applications. Fertil Steril. 2017; 108 (4): 577-84. DOI: https://doi.org/10.1016/j.fertnstert.2017.08.020

15. Grynberg M., Peltoketo H., Christin-Maitre S., et al. First birth achieved after in vitro maturation of oocytes from a woman endowed with multiple antral follicles unresponsive to follicle-stimulating hormone. J Clin Endocrinol Metab. 2013; 98 (11): 4493-8.

16. Nicholas C., Darmon S., Patrizio P., et al. Changing clinical significance of oocyte maturity grades with advancing female age advances precision medicine in IVF. iScience. 2023; 26 (8): 107308. DOI: https://doi.org/10.1016/j.isci.2023.107308

17. Escrich L., Pellicer A., Meseguer M. Let’s rescue oocytes: in vitro maturation 2.0 is coming. Fertil Steril. 2018; 110 (4): 638-9.

18. Shu Y., Gebhardt J., Watt J., et al. Fertilization, embryo development, and clinical outcome of immature oocytes from stimulated intracytoplasmic sperm injection cycles. Fertil Steril. 2007; 87 (5): 1022-7.

19. Balakier H., Sojecki A., Motamedi G., Librach C. Time-dependent capability of human oocytes for activation and pronuclear formation during metaphase II arrest. Hum Reprod. 2004; 19 (4): 982-7.

20. Chen S.U., Chen H.F., Lien Y.R., et al. Schedule to inject in vitro matured oocytes may increase pregnancy after intracytoplasmic sperm injection. Arch Androl. 2000; 44: 197-205.

21.  Qin D.Y., Jiang H.H., Yao Q.Y., et al. Rescue in vitro maturation may increase the pregnancy outcomes among women undergoing intracytoplasmic sperm injection. Front Endocrinol (Lausanne). 2022; 13: 1047571.

22. He M., Zhang T., Yang Y., Wang C. Mechanisms of oocyte maturation and related epigenetic regulation. Front Cell Dev Biol. 2021; 9: 654028. DOI: https://doi.org/10.3389/fcell.2021.654028

23. Ahmad M.F., Elias M.H., Jin H.M., et al. The spectrum of in vitro maturation in clinical practice: the current insight. Front Endocrinol (Lausanne). 2023; 14: 1192180. DOI: https://doi.org/10.3389/fendo.2023.1192180

24. Yang Q., Zhu L., Wang M., et al. Analysis of maturation dynamics and developmental competence of in vitro matured oocytes under time-lapse monitoring. Reprod Biol Endocrinol. 2021; 19: 183.

25. Moon J.H., Zhao Q., Zhang J., et al. The developmental competence of human metaphase I oocytes with delayed maturation in vitro. Fertil Steril. 2023; 119 (4): 690-6.

26. Coticchio G., Dal Canto M., Renzini M. et al. Oocyte maturation: gamete-somatic cells interactions, meiotic resumption, cytoskeletal dynamics and cytoplasmic reorganization. Hum Reprod Update. 2015; 21 (4): 427-54.

27. Ferrer-Vaquer A., Barragan M., Rodriguez A., Vassena R. Altered cytoplasmic maturation in rescued in vitro matured oocytes. Hum Reprod. 2019; 34 (6): 1095-105.

28. McConnell J.M., Campbell L., Vincent C. Capacity of mouse oocytes to become activated depends on completion of cytoplasmic but not nuclear meiotic maturation. Zygote. 1995; 3 (1): 45-55.

29. Schoevers E.J., Bevers M.M., Roelen B.A., Colenbrander B. Nuclear and cytoplasmic maturation of sow oocytes are not synchronized by specific meiotic inhibition with roscovitine during in vitro maturation. Theriogenology. 2005; 63 (4): 1111-30.

30. Nogueira D., Staessen C., Van de Velde H., Van Steirteghem A. Nuclear status and cytogenetics of embryos derived from in-vitro matured oocytes. Fertil Steril. 2000; 74 (2): 295-8.

31. Sanfins A., Plancha C.E., Overstrom E.W., Albertini D.F. Meiotic spindle morphogenesis in in vivo and in vitro matured mouse oocytes: insights into the relationship between nuclear and cytoplasmic quality. Hum Reprod 2004; 19 (12): 2889-99.

32. De Vos A., Van de Velde H., Joris H., Van Steirteghem A. In-vitro matured metaphase-I oocytes have a lower fertilization rate but similar embryo quality as mature MII oocytes after intracytoplasmic sperm injection. Hum Reprod. 1999; 14 (7): 1859-63.

33. Strassburger D., Friedler S., Raziel A., et al. The outcome of ICSI of immature MI oocytes and rescued in vitro matured MII oocytes. Hum Reprod. 2004; 19 (7): 1587-90.

34. Elkhatib I., Nogueira D., Bayram A., et al. How to identify patients who would benefit from delayed-matured oocytes insemination: a sibling oocyte and ploidy outcome study. Hum Reprod. 2023; 38 (8): 1473-83.

35. Trounson A., Anderiesz C., Jones G. Maturation of human oocytes in vitro and their developmental competence. Reproduction. 2001; 121: 51-75.

36. Mandelbaum M., Awadalla M.S., Smith M.B., et al. Developmental potential of immature human oocytes aspirated after controlled ovarian stimulation. J Assist Reprod Genet. 2021; 38 (9): 2291-9.

37. Friden B., Hreinsson J., Hovatta O. Birth of a healthy infant after in vitro oocyte maturation and ICSI in a woman with diminished ovarian response: case report. Hum Reprod. 2005; 20 (9): 2556-8.

38. Faramarzi A., Khalili M.A., Soleimani M. First successful pregnancies following embryo selection using time-lapse technology in Iran: case report. Iran J Reprod Med. 2015; 13: 237.

39. Roesner S., Dietrich J.E., Weigert J., et al. Timelapse imaging reveals differences in growth dynamics of embryos after in vitro maturation compared with conventional stimulation. Fertil Steril. 2017; 107 (3): 606-12.

40. Margalit T., Ben-Haroush A., Garor R., et al. Morphokinetic characteristics of embryos derived from in-vitro-matured oocytes and their in-vivo-matured siblings after ovarian stimulation. Reprod Biomed Online. 2019; 38: 7-11.

41. Strassburger D., Goldstein A., Friedler S., et al. The cytogenetic constitution of embryos derived from immature (metaphase I) oocytes obtained after ovarian hyperstimulation. Fertil Steril. 2010; 94 (3): 971-8.

42. Escrich L., Grau N., de los Santos M.J. et al. The dynamics of in vitro maturation of germinal vesicle oocytes. Fertil Steril. 2012; 98 (5): 1147-51.

43. Emery B.R., Wilcox A.L., Aoki V.W., et al. In vitro oocyte maturation and subsequent delayed fertilization is associated with increased embryo aneuploidy. Fertil Steril. 2005; 84: 1027-9.

44. Yuan Y., Reed L., Swain J.E., et al. Rescue in vitro maturation and the transfer of a euploid blastocyst provided improved chances for patients with poor prognosis to conceive. Fertil Steril. 2024; 121 (1): 121-2. DOI: https://doi.org/10.1016/j.fertnstert.2023.10.026

45. Yu E.J., Yoon T.K., Lee W.S., et al. Obstetrical, neonatal, and long-term outcomes of children conceived from in vitro matured oocytes. Fertil Steril. 2019; 112 (4): 691-9.

46. Roesner S., von Wolff M., Elsaesser M., et al. Two-year development of children conceived by IVM: a prospective controlled single-blinded study. Hum Reprod. 2017; 32 (6): 1341-50.

Материалы данного сайта распространяются на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License («Атрибуция - Всемирная»)